Американский Научный Журнал POST-CRYOGENIC REGENERATION AND GENETIC STABILITY OF PLANTS AFTER CRYOPRESERVATION (6-11)

The article considers the main factors that determine the viability and regenerative ability of explants after freezing and thawing. The greatest impact on the effectiveness of post-cryogenic recovery of explants is exerted by: the method of pretreatment the source micro plants, type of Explant, type of cryoprotectants, the duration of treatment with cryoprotectants explants, composition of nutrient medium for post-cryogenic regeneration, and genotypic features of the samples. Скачать в формате PDF
6 American Scientific Journal № ( 42 ) / 2020
КРИОСАҚТАУДАН КЕЙІНГІ ӨСІМДІКТЕРДІҢ ПОСТКРИОГЕНДІК РЕГЕНЕРАЦИЯСЫ
ЖӘНЕ ГЕНЕТИКАЛЫҚ ТҰРАҚТЫЛЫҒЫ

Махмудова К.Х.
Абай атындағы қазақ ұлттық педа гогикалық университеті,
биология кафедрасының аға оқытушысы, биология ғылымдарының кандидаты,
Казақстан, Алматы
Курманалиева А.Н.
Абай атындағы қазақ ұлттық педагогикалық университеті,
«Биотехнология» мамандығының 2 курс магистранты, Казақстан, Алматы

POST -CRYOGENIC REGENERATION AND GENETIC STABILITY OF PLANTS AFTER
CRYOPRESERVATION

Makhmudova K. Kh
Сandidate of sciences (Biology),
senior teacher of Biology department ,
Abai Kazakh National Pedagogical University ,
Kazakhstan, Almaty
Kurmanalyieva A.N.
2nd course master -student of «Biotechnology » specialty,
Abai Kazakh National Pedagogical University ,
Republic of Kazakhstan, Almaty

Андатпа. Мақалада мұ здату -ерітуден кейінгі экспланттардың өміршеңдігі мен қалпына келу
қабілетін анықтайтын негізгі факторл ар қарастырылады. Экспланттардың посткриогендік қалпына
келтірудің тиімділігіне ең үлкен әсер ететін фа кторлар: бастапқы өсімдіктерді алдын -ала өңдеу әді сі,
эксплант түрі, криопротекторлардың түрі, экспланттарды криопротекторлармен өңдеу ұзақтығы,
посткрио гендік қалпына келтіруге арналған қоректік ортаның құрамы, сондай -ақ үлгілердің генотиптік
ерекшеліктер і.
Annotation . The article considers the main factors that determine the viability and regenerative ability of
explants after freezing and thawing. The g reatest impact on the effectiveness of post -cryogenic recovery of
explants is exerted by: the method of pretreatment the source micro plants, type of Explant, type of cryoprotectants,
the duration of treatment with cryoprotectants explants, composition of nutrient medium for post -cryogenic
regeneration , and genotypic features of the samples.
Түйін сөздер: криоконсерваци я, криопротекторлар, посткриогендік регенерация.
Key words: cryopreservation, cryoprotectors, post -cryogenic regeneration.

"Криосақтау" (cryipreservation) - объектілерді
өте төмен температурада сақтау (әдетте -196 0С
құрайтын сұйық азот температурасында), яғни тірі
жасушалардың, ұлпалардың және ағзалардың
анабиоз жағдайында шексіз ұзақ сақталуын
қамтамасыз ететін күрделі көп сатылы процес.
Криосақтаудың негізгі критерийі өмірлік
процестердің қайтымды тежелуі болып табылады.
Тек терең анабиоз жағдайында, зат алмасу,
биохимиялық реакциялар толығымен тоқтаған
кезде және сұйық фаза болмаған кезде, клеткадағы
биологиялық жүйені ұзақ уақыт сақтау үшін
жағдайлар жасалады, содан кейін қалыпты терапия
жағдайында ол бастапқы күйге толық қ айтары лады.
Бұл мәселені шешудің негізгі әдісі - сұйық
азотты қолдану арқылы төмен температураларда
сақтау ( -140 0С және одан төмен).
Криосақтау процесінің маңызды кезеңі -
мұздату. Қазіргі уақытта криосақтаудың бірнеше
әдістері белгілі: программалық (баяу ) және өте
жылдам мұздату. Программалық мұздату бұрыннан
зерттелген, сондықтан ол жануарлар мен өсімдік
жасушаларын сақтау кезінде кеңінен қолданылады.
Өте жылдам мұздату салыстырмалы түрде жақында
пайда болды және болашақта кеңінен қолданылады
деп есептел еді.
Бұл кезеңде қиындықтар туындайды, өйткені
криосақтау объектілерінің екі тобы бар:
- судың мөлшері аз ұлпалар (тозаң,
ортодоксальды тұқымдар). Мұндай объектілер
үшін мұздату өте қарапайым: оларды тікелей сұйық
азотқа батырып, содан кейін қалыпты жағдайда
ауада ерітуге болады;
- көптеген өсімдік ұлпалары. Оларға үлкен
көлемдегі жасушалар, берік целлюлозалы клетка
қабырғасы және орталық вакуольдің болуы тән.
Өсімдік ұлпаларының төмен температураларға
төзімділігінде жасушаның вакуолизация дәрежесі
(сулануы) не гізгі рөл атқарады. Мұндай нысандар
үшін қарапайым мұздатуды қолдану тиімсіз,
өйткені барлық бастапқы қасиеттер мен
өміршеңдігі сақталмайды.
Өсімдік жасушаларын, әсіресе in vitro
жағдайында өсірілетін өсімдіктерді криосақтау
жұмыстарын жүргізу кезінде шағы н вакуолі бар
және су құрамы төмен ұсақ жасушаларды іріктеп
алған жөн. Әрбір ж еке жағдайда мұздату және
содан кейінгі еріту жағдайларын жасау қажет. Бұл
мұздату кезіндегі екі зақ ымдайтын факторға

American Scientific Journal № ( 42 ) / 2020 7

байланысты. Олардың біріншісі -жасушадан тыс
мұз кристалдарын ың пайда болуынан туындайтын
жасушалардың дегидратациясы. Сондықтан
мұздату -еріту кезінде өміршеңдікті сақтау үшін
қорғаныс ерітіндісінің температурасы мен -10 0С
температурасы а расындағы аймақты айналып өту
қажет (сирек жағдайларда -70 0С дейін). Дәл осы
температура аймағы нда мұздатудың екі
зақымдайтын факторларының әсері байқалады,
олардың әрқайсысы қауіпті, өйткені ол сыртқы
жасуша мембранасының – плазмалемманың
бұзылуына, яғни жасуша өліміне әкелуі мүмкін.
Криосақтаудың бірінші міндеті –
жасушалардың іш інде мұз кристалда рының пайда
болуын болдырмау. Бұл өсімдік жасушаларында
судың көптігіне байланысты басқа объектілерге
қарағанда шешілуі қиын. Бұл қиындықты
салқындату жылдамдығ ын төмендету немесе
жасушаларды алдын -ала сусыздандыру арқылы
жеңуге болады. Ж асушадағы су неғұрлым көп
болса, мұздату жылдамдығы соғұрлым аз болуы
керек. Е кінші жағынан, жасушалардың алдын -ала
сусыздануы олардың дегидратациямен байланысты
зақымдалуына әке луі мүмкін.
Криосақтаудың екінші міндеті –
дегидратациядан туындаған стресстік әсерлерді
азайту. Ол үшін протектор қоспасының белгілі бір
құрамы және оңтайлы мұздату жылдамдығы қажет.
Сондай -ақ, криосақтау процесінің барлық әдістерін
оңтайландыру қажет [1] .
Криосақтау процесіне және посткриогенді
регенерация көрсеткіштеріне әсер ете тін
факторлар
Өсімдіктерді криосақтау үшін
қолданылатын экспланттар түрлері. Криосақтау
үшін эксплант ретінде өсімдіктердің in vivo және in
vitro жағдайындағы әртүрлі органдары, сондай -ақ
жасушалық және ұлпалық культуралары
қолданылады. іn vivo жағдайында өсімдіктерд ің
тұқымдарды, тозаңдарды, тыныштық күйдегі
бүршіктерін сақтайды. Тозаңды криосақтау оңай,
өйткені криопротекторларды қолданудың қажеті
жоқ, себебі тозаң дәндеріндегі бос судың мөлшері
аз. Тозаң препараттарын қажетті in vitro үлгісі
немесе дала коллекциясы керек жа ғдайда
селекционерлерге криобанктан қайтаруға болады
[2]. Алайда, үлгі гаметофит сатысында генбанкте
сақталатынын атап өтеміз.
Ортодоксальды тұқымдарды
криоко нсервациялау жақсы нәтиже береді, өйткені
мұндай тұқымдардағы ылғалдың табиғи мөлшері
12 -19% құрайды және олар 5 -10 % дейінгі
құрғатуға төзімді [3]. Ортодок сальды тұқымдарды
криосақтау әдістерін сирек кездесетін, құрып кету
қаупі төнген түрлер үшін ғана қо лданған жөн.
Өсімдіктердің көптеген түрлерінің ортодоксальды
тұқым үлгілерін ұ зақ және орта мерзімді сақтау
үшін төмен температуралы сақтау жүйесін
қолданға н тиімді. Рекальцитрантты тұқымды
түрлер үшін (тропикалық ағаш дақылдарының
бірқатары) дегидратация әдістерін қолдану қиынға
соғады, себебі олар көбінесе үлкен мөлшерде
болады. С ондықтан рекальцитрантты тұқымдарды
криосақтау үшін эксплант ретінде оқшауланғ ан
эмбриондар немесе апикальды меристемалар
таңдалады.
Тыныштық күйдегі бүршіктерді криосақтау
негіз інен қоңыржай климаттағы жемісті ағаш
дақылдары үшін қолданылады, атап айтқанд а алма
ағаштары [4]. Алайда, орманды тропикалық
дақылдар үшін бұл әдіс қолайлы емес. Сонымен
қатар, тыныштық күйдегі бүршіктерді
криосақтаудан кейінгі посткриогенді қалпына
келуд ің екі нұсқасы бар: ерітілген бүршікті қайта
бүршіктендіру, немесе оны in vitr o өсіру. Айта кету
керек, бүршіктендіну әдісі барлық дақылдарға
қолданылмайды, негізінен ағаш дақылдарына.
Тыныштық күйдегі бүршіктерді еріту және оларды
in vitro культурасына ен гізу кезінде
экспланттардың контаминациясының жоғары
деңгейіне байланысты мате риалдың азаюы
байқалады.
in vitro коллекция үлгілерін криосақтау
артықшылығы вирустан тазартылған өсімдік
экспланттарын аса төмен температураларда ұзақ
мерзімді сақтау мүмкіндігі болып табылады [5]. in
vitro жағдайында криосақтау үшін эксплант ретінде
апик альды меристемалар, вегетативті бүршіктер,
микро -апекстер, эмбриондар (жыныстық және
соматикалық), каллустар, жасушалық
суспензиялар, протопластар қолданылады.
Каллустар, жасушал ық суспензиялар мен
протопласттарды криосақтау негізінен
биопродуценттер, мыса лы, женьшень
коллекцияларын сақтау үшін жүргізеді.
in vitro коллекцияларынан вегетативті түрде
көбейетін дақылдардың көпшілігін криосақтау
үшін төбе (апикальды) бүршіктер және қо лтық
(аксиллярлы) бүршіктер қолданылады. Сонымен,
витрификацияның түпнұсқа хат тамасында
эксплант ретінде бананның 1 мм көлеміндегі
апикальды бүршіктері қолд анылды. Кейбір
ғалымдар картоп үлгілерін криосақтау үшін 1,8 -2,5
мм өлшемді апикальды бүршіктерді па йдаланды,
оның ішінде өсу конусы мен 4 -5 примордия. Басқа
авторлар картопты ұс ақтау әдісімен
криоконсервациялау үшін бірдей мөлшердегі
экспланттарды қолданд ы.
Бірқатар авторлар апикальды және аксиллярлы
бүршіктерді еріткеннен кейін регенерация
деңгейінде сенімді айырмашылықтардың жоқтығы
туралы айтады. Басқа авторлар апикальды
бүрш іктерді қалпына келтірудің едәуір жоғары
қабілеттілігін атап өтті.
Криосақтауға арналған эксплант көздерін
алдын – ала өңдеу әдістерін қолдану ерігеннен
кейінгі қалпына келтіру т иімділігіне әсер етеді.
Бірқатар жұмыстар қалпына келтіруге оң әсерін
тигізеді , олар: төмен температурада алды -ала
шындау, қоректік ортаға сахароза, Е, С дә румендері
және антиоксиданттар (липой қышқылы,
глутатион, глицин, бетаин) қосу. Бастапқы in vitro
өсімдіктерін алдын -ала өңдеудің екі нұсқасын
зерттеді – суықта шындау және 'sucr ose preculture',
өсімдік материалында еритін қанттардың
жиналуын, көмірсулар а лмасуы ақуыздарының

8 American Scientific Journal № ( 42 ) / 2020
сапалық және сандық құрамының өзгеруін, стресс
ақуыздары мен тотығу гомеостаз ақ уыздарының
өзгеруін анықтады, бұл зерттелген үлгілердің
крорезистенттілігіндег і айырмашылықтарды
тудырды.
Соңғы уақытта өсімдіктердің әртүрлі түрлерін
криосақтау бойынша көптеген жұмыстар
жүргізілуде, онда бастапқы өсімдіктердің суыққа
шындау сатысынсыз эк спланттардың
посткриогендік қалпына келуінің жоғары
көрсеткіштеріне қол жеткіз ілді.
Посткриогендік қалпына келтіруге PVS2 және
PVS3 витрификациялық ерітінділері бар
криопротекторлармен экспланттарды өңдеу үлкен
әсер етеді, соның ішінде PVS2 көптеген
жұмыстарда қолданылады. Өсімдіктің түріне және
экспланттың мөлшеріне байланысты PVS 2
еріті ндісімен экспланттарды өңдеу экспланттың
ерігеннен кейінгі өмір сүруіне айтарлықтай әсер
етеді. Мысалы, банан өсімдіктерінің in vitro
меристемалары үшін дроплет -витрификация әдісін
қолдану арқылы PVS2 ерітіндісімен 0 оС-та 30 -50
минут өңдеу оңтайлы б олып шы қты . Алма
ағашының микро -өсінділерінің қолтық бүршіктері
үшін оларды ерітуден кейінгі қалпына келтірудің
ең жоғары деңгейі PVS2 ерітіндісінде 60 минут
инкубациялағанда байқалды. Раушанның микро -
өсінділерінің бүршіктері үшін PVS2 ерітіндісінде
20 мин уттан а стам уақыт өңдеу ұлпаларға
айтарлықтай зақым келтірген. Таңқурай
экспланттары жағдайында бөлме
температурасында PVS2 ерітіндісінде 20 минуттық
экспозиция сатысы бар витрификация әдісімен
криоконсервациялау экспланттарды 71% - ға дейін
алуға мүмкінді к берді . Кейбір мәліметтер бойынша,
PVS2 ерітіндісінде 20 минуттан кейін өңдеуден
кейін дроплет -витрификация әдісімен криосақтау
картоп апекстерінің өмір сүру деңгейі айтарлықтай
төмендеді. Сонымен қатар, кейінгі зерттеулерде
дроплет -витрификация әдісін қо лдану а рқылы
PVS2 ерітіндісінде 0 оС-та 50 минут картоп
микробүршіктерін инкубациялау сәтті нәтиже
көрсеткені туралы айтылады.
Посткриогендік регенерация зертханаларында
фитогормондардың әртүрлі құрамы бар қоректік
орталар қолданылады, соның ішінде өсімдікт ердің
бірдей түрлері үшін. Мысалы, картоп өсімдігі үшін
әр түрлі концентрациядағы кинетин мен
гиббереллин қышқылы (ГК) бар МС ортасын
немесе индолил сірке қышқылы (ИУҚ), зеатин -
рибозид және ГК бар МС ортасын қолданды.
Алайда, қоректік ортаның фитог ормональ ды
құрам ындағы айырмашылықтарға қарамастан
бастапқы микроөсінділерді посткриогендік
қалпына келтіру кезеңіне дайындау үшін
Мурасиге -Скуг қоректік ортасы әрдайым негізгі
орта ретінде қолданылады.
Ерігеннен кейінгі экспланттардың қалпына
келу тиімділ ігіне тү раралық айырмашылықтардың
әсері көптеген мақалаларда талқыланады, алайда
көптеген еңбектерде тек жекелеген түрлердің
үлгілеріне салыстырмалы зерттеу жүргізілген.
Төменде біз әртүрлі түрлердің үлгілері үшін
алынған мәліметтерді ұсынамыз.
Геномдық құ рамымен ерекшеле нетін
бананның әртүрлі триплоидты түрлері үлгілерінің
қалпына келу қабілетінде статистикалық сенімді
айырмашылықтар анықталған жоқ. Картоптың екі
триплоидты мәдени түрлерінің үлгілері S. chaucha
және S. juzepczukii , сондай - ақ S. ajanhuiri , S.
ste notomum және S. phureja үш диплоидты мәдени
түрлердің үлгілерінде ерігеннен кейін қалпына
келтіру көрсеткіштерінде айтарлықтай
айырмашылықтар табылған жоқ. Дәл осы жұмыста
жергілікті Чили картопының үлгілерін қалпына
келтіру жиілігі - S. tuberosum – S. ste notomum
жақын мәдени түрлерінің өкілдері арасында тиісті
көрсеткіштерден едәуір асып түскені көрсетілген.
Басқа зерттеулерде екі түрдің - S. tuberosum және S.
phureja үлгілерінің посткриогендік қалпына келу
деңгейіндегі айтарлықтай айырмашылықтар
туралы ай тылады. Алайда, мұндай салыстыру
толығымен дұрыс емес, өйткені картоптың осы
жақын мәдени түрлері плоидтылығы мен
экологиялық және географиялық тұрғыдан
ерекшеленеді.
Бірқатар жұмыстар плоидтық деңгейімен
ерекшеленетін әр түрлі генотиптер мен бір
түрлердің арасынд ағы мұздату -ерітуден кейінгі
өмір сүруі және қалпына келу жиіліктерінде
айтарлықтай айырмашылықтарды атап өтті.
Мысалы, сұйық азотта 27 жыл сақтағаннан кейін
ерітілген жоңышқаның гетероплоидты каллусын
криосақтау тәжірибелерінде негізінен
полиплоид ты жасуш алар жойылған;
криогенеранттар диплоидты жасушалардан
алынған; авторлар негізінен полиплоидты
жасушалардың өлімінің себебі осмотикалық стресс
деп санайды.
Осылайша, түрлердің ерекшеліктері немесе
өсімдіктердің плоидтық деңгейі мұздату -еріту ден
кейі нгі өмір сүруге және қалпына келу
көрсеткіштеріне әсер ету мәселесі ашық күйінде
қалады. Жоғарыда аталған еңбектерде диплоидты
және полиплоидты өсімдіктердің (жасушалардың)
криорезистенттілігіндегі айырмашылықтардың
себептері түсіндірілмеген. Осыға н байлан ысты
Н.И .Ненько мен бірлескен авторлардың ыстық
және құрғақ жаз мезгілдерінде диплоидты және
триплоидты алма сорттарының жапырақтарына
физиологиялық -биохимиялық және анатомиялық -
морфологиялық зерттеулер жүргізген жұмысының
нәтижелерін береміз. Авто рлар алм а ағашын ың
триплоидты сорттарында диплоидпен
салыстырғанда судың, пролиннің, калий
катиондарының жоғары мөлшері анықталғанын
айтады. Алма ағашының триплоидты
сорттарындағы биометриялық параметрлер
(жапырақ пластинкасының, кутикуланың және
жоғарғы э пидермис тің қалы ңдығы ) диплоидты
сорттармен салыстырғанда айтарлықтай жоғары
көрсеткіштерге ие болды. Авторлардың пікірінше,
осы параметрлер триплоидты алма ағаштарының
сорттарын диплоидпен салыстырғанда үлкен
экологиялық икемділікпен қамтамасыз етеді.

American Scientific Journal № ( 42 ) / 2020 9

Кри осақтау тәжірибе леріндегі полиплоидты және
диплоидты өсімдіктердің (жасушалардың)
криорезистенттілігінің айырмашылықтары осы
факторлармен байланысты болуы мүмкін.
Сонымен қатар, полиплоидты үлгілерде
абиотикалық стресстерге қарсы тұрақтылықты
бақылайтын ге нетикалы қ фактор лардың жоғары
дозалары болуы мүмкін. Қалай болғанда да, бұл
сұрақ қосымша зерттеуді қажет етеді.
Кейбір зерттеулерде экологиялық және
географиялық шығу тегі әр түрлі үлгілердің
криорезистенттілігінде айтарлықтай
айырмашылықтар бар делінеді. Басқа ж ұмыстард а
биік таулы аймақтар мен жағалаулы аудандарда
жиналған картоптың жақын мәдени түрлерінің
үлгілері арасында посткриогендік регенерацияда
сенімді айырмашылықтар анықталған жоқ. Бір
түрдің, плоидтің бірдей деңгейінің және жалпы
экологиялық -географиял ық орнал асуы бір өсімдік
үлгілерін криоконсервациялау жұмыстарының
көпшілігінде генотиптік айырмашылықтардың
посткриогендік қалпына келтіру қабілетінде
айтарлықтай әсері анықталды [6].
Криосақтаудан кейін генетикалық
тұрақтылық пен әртүрлілікті бағ алау.
Ге нетикалық тұрақсыздық қаупі әрқашан
өзгерулерге себеп болады. Теориялық тұрғыдан,
сұйық азот температурасындағы метаболиттік
белсенділік нөлге дейін азаяды, сондықтан
криосақтаудан кейінгі ерітуден кейін шынайы
типтегі өсімдіктер күтіледі. Криосақт алған ұл па
өңдел меген фенотипке генетикалық жағынан ұқсас
болуы керек және қалыпты өсімдіктерді тікелей
шығара алады. Көптеген зерттеулерде -196°C
температурада сақталғаннан кейін өсімдіктерде
морфологиялық, цитологиялық, биохимиялық
немесе молекулалық өзг ерістерд ің белгі лерін
көрсетілмейді. Криосақтау процесінде кейбір
геномдық өзгерістер туындауы мүмкін, сондықтан
сұйық азотта сақталғаннан кейін генетикалық
тұтастықты анықтау қажет. Генетикалық
вариацияны анықтау қабілеті генетикалық
ресурстарды тиімді ба сқару жә не пайда лану үшін
қажет. Генетикалық тұрақсыздық пен
сомаклональды вариация криосақталған
өсімдіктердің генотиптік және фенотиптік
қасиетіндегі кейбір айырмашылықтарға
байланысты болуы мүмкін. Осылайша,
өсімдіктердің өміршеңдігі мен генетикалық
тұр ақтылығы криокон сервациядан кейінгі екі
маңызды фактор болып табылады.
Криоконсервацияның көптеген әдістері
генетикалық тұрақтылықты өсімдіктің әртүрлі
деңгейлерінде талдауды, бірақ хромосомалардың
саны және олардың морфологиясы бастапқы
цитогенетикалық па раметрле р болып табылады,
олар криоконсервациядан кейін де тұрақты болып
қалуы керек [7]. Плоидтық деңгейінің өзгеруі in
vitro жағдайында жиі кездесетін генетикалық
вариациялардың бірі болып табылады.
Хромосомалық тұрақсыздық генотипке және
ұлпаларды өсіру жағдайл арына да байланысты.
Өсімдіктердің генетикалық әртүрлілігін бағалау
әдістері (дәстүрлі түрде прогрессивтілікке қарай)
келесідей: фенотиптік немесе морфологиялық
белгілері → биохимиялық әдістер (ақуыздық
немесе ферменттік әдіс) → молекулалық әдістер .
Дәстүр бойынша әртүрлілік фенотиптік
белгілермен бағаланады, мысалы, гүлдің түсі, өсу
орны немесе сандық агрономиялық белгілер,
мысалы, өнімділік потенциалы, стресске төзімділік
және т. б. [8]. Инкапсуляция -дегидратация әдісімен
криосақталған орхидея көш еттері қ алыпты ө су
сипаттамаларын көрсетті. Күріш өсімдігіне
жүргізілген зерттеулер (2006) көрсеткендей,
көшеттердің 80% - ы жылыжай жағдайына
ауысқаннан кейін қалыпты өсімдіктерге айналды.
Гистологиялық бақылаулар өсімдіктердің шығу
тегі криоконсервация п роцесінд е өзгерм егенін
көрсетті. Зерттеулер (2005) темекінің
криоконсервацияланған суспензиялық жасушалық
дақылдары мен бастапқы жасуша дақылдары
арасында морфологияда немесе өсу профилінде
ешқандай айырмашылық жоқ екенін көрсетті.
Solanum tuberosum L. бүр шіктерін ің ұштар ы
криоконсервациядан кейін қалпына келтірілгеннен
кейін қалыпты даму заңдылықтарын көрсетті.
Цитологиялық зерттеулер олардың плоидтік
мәртебесі тұрақты және хромосомалық ауытқулар
байқалмағанын көрсетті. Фенотиптік белгілерден
кейін тұқымда рға ақуы з және ф ерментативті
электрофорезіне негізделген биохимиялық әдістер
енгізілді. Ақуыздар генетикалық зерттеулер үшін
пайдалы, өйткені олар негізінен құрылымдық
гендердің өнімі болып табылады. Тіпті бір
аминқышқылының өзгеруін электрофорезден
табуға болады [9]. Био химиялық әдістерді қолдану
қоршаған ортаның әсерін болдырмайды, бірақ
олардың төмен деңгейдегі өзгергіштіктерді
анықтай алмауына байланысты олардың
пайдалылығы шектеулі. Молекулалық маркерлер
табиғи популяциялардың генетикалық әртүрлілігін,
өсімдік селекци ясын зерттеу, коллекциялардағы
өзгерістерді анықтау, тұрақтылық пен тұтастығын
тексеру және генетикалық ресурстарды сақтау үшін
максималды өзгергіштікке қол жеткізу үшін тиімді
іріктеу стратегияларын жасау мақсатында жиі
қолданылады. Молеку лалық әд істер өс імдіктердің
генетикалық ресурстарын сақтау мен басқаруды
жақсарту үшін пайдалы болып табылады.
Молекулалық маркерлер апельсин мен
күнбағыстың үш қабатты ұрық жасушаларын
зерттеу құралы ретінде пайдаланылды. Банан,
құмай, шай және тәтті карт оп сияқт ы көптег ен
мәдени өсімдіктерде әртүрліліктің таралуының
географиялық немесе экологиялық заңдылықтарын
көрсету үшін түрлердегі өзгерістер зерттелді.
Молекулалық маркерлер таксономия және
филогенетикалық қатынастар мәселелерін шешу
мақсатында геномды қ гомоло гияларды анықтау
үшін қолданылады, белгілі бір гендерді сақтау және
тасымалдау үшін тиісті селекциялық
стратегияларды жасайды. Молекулалық
маркерлерді ұрық плазмасын сипаттау, сорттық
сәйкестендіру және клондық нақтылықты тексеру,
генетикалық әртүр лілікті бағалау, генетикалық

10 American Scientific Journal № ( 42 ) / 2020
сәйкестендіруді тексеру және маркерді таңдау үшін
пайдалануға болады. Гендердің бір немесе бірнеше
локусындағы әртүрлі аллельдермен кодталған
ферменттер сәйкесінше аллозимдер және
изозимдер деп аталады. Лизоцим маркерлері жалпы
ақуыз ү лгілерін е қарағанда спецификалық екендігі
анықталды. Өсімдіктердің жағдайын бағалау үшін
барлығы 90 -ға жуық изоцим жүйелері қолданылды.
Бұл методиканың артықшылығы - салыстырмалы
түрде қарапайым және арзан. Изоцимді талдаудың
негізгі шектеулері тал данатын маркерле р санының
азаюы және осы маркерлердің фенотиптік,
эволюциялық және маусымдық тәуелділігі болып
табылады [10]. Генетикалық әртүрлілікті зерттеу
үшін молекулалық маркерлерді қолдану зығыр,
арпа, бидай, құмай және жүзім сияқты өсімдіктерде
мыс ал ретін де ұсыны лды. ДНҚ негізіндегі
маркерлер ферментативті маркерлерден кейін
қолданылды. ДНҚ негізіндегі маркерлер бастапқы
ДНҚ шаблонынан алынады және генетикалық
өзгергіштіктің ең жақсы өлшемін қамтамасыз етеді.
ДНҚ -ға негізделген әдістер ядро мен
орг анеллала рдағы ДН Қ тізбегіндегі
айырмашылықтармен ұсынылған
полиморфизмдерді анықтауға мүмкіндік береді
және қоршаған орта әсерінен
модификацияланбайды.. Сонымен қатар, ДНҚ
талдауы өсімдіктердің дамуы кезінде кез -келген
уақытта жүргізілуі мүмкін және ол бүк іл геном ды
қамту ы мүмкін. Бұл әдістер ДНҚ деңгейіндегі
вариацияны талдайды, оған қоршаған ортаның
барлық әсерлері де кіреді. Талдау өсімдіктің кез -
келген бөлігін қолдана отырып, өсудің кез -келген
кезеңінде жасалуы мүмкін және бұл үшін аз ғана
материал қаже т. ДНҚ т алдауы ө сімдік ұлпалары
культураларының генетикалық тұрақтылығын
зерттеу үшін қолданылды, өйткені ол жоғары
сезімтал және әрбір жеке өзгерісті дәл анықтайды.
Молекулалық әдістер, мысалы, RFLP
(рестрикциялық фрагмент ұзындығының
полиморфизмі), PCR ( полимера зды тізб екті
реакция), RAPD (кездейсоқ амплификацияланған
полиморфты ДНҚ), AFLP (амплификацияланған
фрагмент ұзындығының полиморфизмі), SSR
(қарапайым тізбекті қайталанулар) немесе ДНҚ
тізбегінің өзгеруін анықтау үшін қолданылатын
микросателлиттер ДНҚ -ның белгілі бір қысқа
тізбегін танып, кесетін рестрикциялық
ферменттерін қолдануға негізделген . Solanum spp -
де полигенетикалық қатынасты бағалау үшін
митохондриялық ДНҚ -ға рестрикциялық анализ
әдісі қолданылды. PCR және RFLP жойылып кету
қаупі бар түрл ерге қол данылады . Ұзақ уақыт
сақталатын ұрық плазмасының генетикалық
тұрақтылығын қамтамасыз ету үшін
микроспутниктер орналастырылды.
Микросателлиттер - өсімдік геномдарының төмен
көшірмесі бар аймақтарға жатады. Картоптың
кейбір сорттарын өсірудегі микро -спутникт ер ата -
аналық өсімдіктер мен олардың ұрпақтарына ұқсас
болды. Микроспутниктер жүзімнің әртүрлі
сорттарын ажырату үшін, сондай -ақ соя
генотиптерінің ДНҚ -сының ерекше профильдерін
жасау үшін қолданылды. Микросателлиттерді
талдау Lycopersicon ішінде ж әне арас ында
пол иморфизмнің жоғары деңгейін көрсетті, ол
кросс -коллинациямен байланысты болды [11].
Күнбағыстың генетикалық материалының мәдени
және жабайы өсетін үлгілеріне филогенетикалық
талдау жүргізді, бұл микросателлиттік локустар
арқылы күнбағыстың шығу тег ін бірне ше рет
қоныстандыру мүмкіндігін көрсетті. Молекулалық
маркерлерге қосымша әдіс ретінде плоидтығы мен
ДНҚ құрамындағы мүмкін болатын өзгерістерді
анықтау үшін ағынды цитометрия қолданылады.
Картоп өсінділерінің ұштарында генетикалық
тұрақтыл ық морфо логиялық параметрлер, ағынды
цитометрия және RFLP талдауы арқылы DMSO
тамшы әдісін қолдана отырып расталды. Solanum
tuberosum L. өсімдігінің сұйық азотта он жыл бойы
сақталуы нәтижесінде регенерация жылдамдығына
(сомаклональды вариация) теріс әсер етпейтін і
анықта лды [12]. ДНҚ маркерлері геномдық карта,
ДНҚ дактилоскопия, генетикалық вариация,
сорттарды сәйкестендіру, өсімдіктердің ұрық
плазмасы коллекциясындағы генотиптерді
сипаттауда, генетикалық контаминация және
генетикалық дрейфтерді/ауысуларды сандық
бағалау және таксономиялық зерттеулерді тексеру
үшін өте пайдалы. Жаңа молекулалық әдістер
генетикалық вариацияларды дәл және жан -жақты
талдауға мүмкіндік береді. Бірақ әртүрлі әдістерді
салыстыру және қайсысы жақсы және қандай
мақсатта екенін анық тау қиын , өйткен і әр әдіс
өзінің артықшылықтары мен кемшіліктеріне ие.
Жеке маркерлік жүйелерді қолдану зерттеу
мақсатына және түрдің қасиеттеріне байланысты
өзгереді. Ғалымдар Cyrtopodium hatschbachii
өсімдігіне цитогенетикалық талдау жасады және
инкапсул ляция әд ісімен к риосақталған тұқымдар
хромосомалық және фенотиптік деңгейде тұрақты
екенін анықтады. Алайда, олардың дамуының
алғашқы кезеңдерінде хроматиннің шектеулі
конденсациясы байқалды. Swietenia macrophylla
өсімдігінде сұйық азоттан қалпына келтіріл геннен
кейінгі х роматин конформациясының өзгеруін
байқады, бұл ДНҚ метилдену күйінің өзгеруімен
байланысты болуы мүмкін. Зерттеулер
криоконсервацияланған бүршік ұштарынан
өсірілген картоп өсімдіктеріндегі рибосомалық
РНҚ мен ядролық – хлоропластық ДНҚ генд ерінің
тұрақтылы ғын растады. Сояның жабайы түрі мен
культивирленген өсінділеріндегі хлоропластық
ДНҚ тізбегіндегі варияцияларды зерттелді және
жабайы түрлердің жоғары генетикалық әртүрлілігі
анықталды. Алма өсімдігінде сұйық азотта
сақталғаннан кейін ДНҚ м етилдену і байқал ды
және бұл өзгерістер криоконсервацияланған
бүршік ұштарының тамырлану қабілетінің
артуымен байланысты. ДНҚ метилдену паттерні
тұрақты болып келеді. Криоконсервациядан кейін
геномдық ДНҚ өзгеруінің метилизациясы
хризантема өсінділерінде, к артопта және бад ам
жапырақтарында байқалды. ДНҚ метилденуі
сомаклональды вариацияда маңызды рөл атқаруы
мүмкін, бірақ кейбір ғалымдар бұл өзгерістер

American Scientific Journal № ( 42 ) / 2020 11

криоконсервациядан емес, бүкіл in vitro өсіру және
қалпына келтіру процесінің нәтижесі болуы мүмкін
деп бол жайды. Melia azedarach L. өсімдігінің
апикальды меристемаларын
инкапсуляция/дегидратация әдісін қолдану арқылы
криосақтау барысында жүргізілген зерттеулерде
криоконсервациялық өңделген өсімдіктер
генетикалық тұрақтылықты сақтағанын көрсетті,
өйткені ол тоғ ыз изози м мен RA PD жолақтарының
электрофорезімен бағаланды. Қалпына келтірілген
өсімдіктер морфологиялық жағынан бақылау
өсімдіктеріне ұқсас болды [13]. RAPD әдісі құрма
аңашының криоконсервацияланған ұлпалық
дақылдарының генетикалық тұрақтылығын зерттеу
үшін қолд анылды. RADP талдауына сәйкес,
криоконсервацияланған дақылдардан алынған
көшеттер өңделмеген дақылдармен бірдей болды
және екеуі де далалық өсімдіктеріне ұқсас болды.
Кодоминантты изозим маркерлері, сондай -ақ
доминантты RAPD маркерлері генетикалық
тұрақтыл ықты қам тамасыз ету үшін ондағы
айырмашылықтарды табуда құнды құралы болып
табылады. Digitalis obscura табиғи
популяцияларының ішіндегі генетикалық
өзгергіштік RAPD көмегімен есептелді және
алынған нәтижелер түрдің генетикалық
ресурстарын сақтау үш ін ірікт еу страт егияларын
оңтайландыру үшін қолданылды. RAPD банан,
картоп пен бидайдың өсінділерін қалпына
келтіргеннен кейін генетикалық әртүрліліктің
өзгеруі нәтижесінде пайда болатын ергежейлі
түрлерді анықтау үшін қолданылды. AFLP
маркерлеріне талдау тәтті ка ртоп пен арабика
кофесі сияқты кейбір өсімдіктердің ішіндегі
генетикалық әртүрлілікті анықтады. AFLP жабайы
картоп түрлерінің таксономиялық жіктелуін растау
үшін қолданылады. Жаңа молекулалық әдістер
генетикалық вариацияларды дәл және жан -жақты
тал дауға мү мкіндік беретін гендердің белгілі бір
локустарындағы вариацияларды анықтайды [14].

Әдебиеттер :
1. Н.В.Загоскина, Л.В.Назаренко,
Е.А.Калашникова, Е.А.Живухина Биотехнология:
теория и практика. Москва ОНИКС 196 -209.
2. Ganeshan S., Rajasekharan P.E., Sha shikumar
S., Decruze W. Cryopreservation of pollen // In: Reed
B.M. Plant cryopreservation: a practical guide. New
York: Springer, 2008, pp. 443 -464.
3. Попов А.С. Криосохранение растений и их
клеток // Ветеринарная патология. 2008. № 2. С.
158 -160.
4. Hofer V. Cryopres ervation of winter -dormant
apple buds: establishment of a duplicate collection of
Malus germplasm // Plant Cell Tissue Organ Cult.
2015, vol. 121, no. 3, pp. 647 -656.
5. Гавриленко Т., Дунаева С., Трускинов Е.,
Антонова О., Пендинен Г., Лупыш ева Ю., Роговая
В., Швачко Н. Стра тегия долгосрочного
сохранения генофонда вегетативно размножаемых
сельскохозяйственных растений в контролируемых
условиях среды // Тр. по прикладной ботанике,
генетике и селекции. 2007б Т. 164, С. 273 -285.
6. Ухатова Ю.В., Га вриленко Т.А. Мет оды
криоконсервац ии вегетативно размножаемых
культурных растений (обзор) // Биотехнология и
селекция растений. 2018. С 52 -63.
7. Surenciski MR, Dematteis M, Flachsland EA
(2007) Chromosome stability in cryopreserved
germplasm of Cyrtopodium h atschbachii
(Orch idaceae). Ann Bot Fennici 44: 287 -292.
8. Rao NK (2004) Plant genetic resources:
Advancing conservation and use through
biotechnology. African J Biotech 3 (2): 136 -145.
9. Anand L (2006) Molecular characterization of
cryopreserved germplasm. Pap er presented at t he ICAR
Short Course on In Vitro Conservation and
Cryopreservation -New Options to Conserve
Horticultural Genetic Resources, Banglore, India, 21 -
30 September 2006.
10. Paunesca A (2009) Biotechnology for
endangered plant conservation: A critica l overview.
Roman ian Biotech Letters 14 (1): 4095 -4104.
11. Alvarez AE, van de Wiel CCM, Smulders
MJM, Vosman B (2001) Use of microsatellites to
evaluate genetic diversity and species relationships in
the genus Lycopersicon. Theor Appl Genet 103: 1283 -
1292.
12. Ke ller ERJ, Senula A, Leunufna S, Grübe M
(2006) Slow growth storage and cryopreservation -
tools to facilitate germplasm maintenance of
vegetatively propagated crops in living plant
collections. Int J Refrigeration 29: 411 -417.
13. Scocchi A, Faloci M, Medina R, Olmos S,
Mrogins ki L (2004) Plant recovery of cryopreserved
apices meristemtips of Melia azedarach L. using
encapsulation/dehydration and assessment of their
genetic. Euphytica 135: 29 -38.
14. B. Kaviani (2011) Conservation of plant
genetic resources by cryop reservation. Aust ralian
Journal of Crop Science. June 2011