Дата публикации статьи в журнале: 4.10.2019
Название журнала: Американский Научный Журнал, Выпуск: № (29) / 2019, Том: 2, Страницы в выпуске: 8-20
Автор: Москва, ФИЦ Биотехнологии РАН, институт Биоинженерии, г. Москва,
Автор: Потапов М.П.
Москва, Московский Политехнический Университет,
Автор: Москва, ФИЦ Биотехнологии РАН, институт Биоинженерии, г. Москва,
Анотация: Аннотация. В данной статье охарактеризовали набор проб из залов Живописи Древней Руси
основного исторического здания Государственной Третьяковской галереи (Лаврушинский пер., 10,
Москва), выбранных для последующего метагеномного секвенирования. Также охарактеризовали
соответствующие культуры микроорганизмов, полученные ранее высевом аликвот этих проб на
стандартные микробиологические среды. Важнейший этап, определяющий саму возможность
метагеномного секвенирования для образцов с заведомо низким содержанием биологического материала,
связан с их амплификацией. При одинаковых условиях выделения метагеномной ДНК число циклов,
требуемых для наработки требуемого количества ПЦР-фрагмента (больше 5 нг), будет отличаться. Это
число зависит, в том числе, с количеством биоматериала в исходной пробе. В данной работе для 86-ти
проб проанализировали продуктивность амплификации филогенетически-значимых районов рДНК
прокариот (V3/V4) и эукариот (ITS2). Определены пробы, для которых одинаково продуктивно
амплифицировились оба типа рДНК, а также, образцы с низкой продуктивностью амплификации V3/V4
и/или ITS2 районов. Полученные данные также важны для сопоставления с последующими результатами
метагеномного секвенирования.
DOI:
Данные для цитирования: Жгун А.А Потапов М.П. . ПРОБЫ ДЛЯ МЕТАГЕНОМНОГО СЕКВЕНИРОВАНИЯ, ОТОБРАННЫЕ В ЗАЛАХ ЖИВОПИСИ ДРЕВНЕЙ РУСИ ГОСУДАРСТВЕННОЙ ТРЕТЬЯКОВСКОЙ ГАЛЕРЕИ. Американский Научный Журнал. Биологические науки. 4.10.2019; № (29) / 2019(2):8-20.
View Fullscreen
Список литературы: Список использованной литературы
1. López-Miras M, Piñar G, Romero-Noguera J,
Bolívar-Galiano FC, Ettenauer J, Sterflinger K, et al.
Microbial communities adhering to the obverse and
reverse sides of an oil painting on canvas: identification
and evaluation of their biodegradative potential.
Aerobiologia (Bologna). 2013;29: 301–314.
doi:10.1007/s10453-012-9281-z
2. Sterflinger K, Piñar G. Microbial deterioration
of cultural heritage and works of art--tilting at
windmills? Appl Microbiol Biotechnol. 2013;97:
9637–46. doi:10.1007/s00253-013-5283-1
3. Poyatos F, Morales F, Nicholson AW,
Giordano A. Physiology of biodeterioration on canvas
paintings. J Cell Physiol. 2018;233: 2741–2751.
doi:10.1002/jcp.26088
4. Rosado T, Silva M, Dias L, Candeias A, Gil
M, Mirão J, et al. Microorganisms and the integrated
conservation-intervention process of the renaissance
mural paintings from Casas Pintadas in Évora – Know
to act, act to preserve. J King Saud Univ - Sci. 2017;29:
478–486. doi:10.1016/j.jksus.2017.09.001
5. López-Miras M del M, Martín-Sánchez I,
Yebra-Rodríguez Á, Romero-Noguera J, BolívarGaliano F, Ettenauer J, et al. Contribution of the
Microbial Communities Detected on an Oil Painting on
Canvas to Its Biodeterioration. Chaturvedi V, editor.
PLoS One. 2013;8: e80198.
doi:10.1371/journal.pone.0080198
6. Scott DA, Warmlander S, Mazurek J, Quirke
S. Examination of some pigments, grounds and media
from Egyptian cartonnage fragments in the Petrie
Museum, University College London. J Archaeol Sci.
2009;36: 923–932. doi:10.1016/J.JAS.2008.12.011
7. Santos A, Cerrada A, García S, San Andrés M,
Abrusci C, Marquina D. Application of Molecular
Techniques to the Elucidation of the Microbial
Community Structure of Antique Paintings. Microb
Ecol. 2009;58: 692–702. doi:10.1007/s00248-009-
9564-2
8. Rosado T, Gil M, Mirão J, Candeias A,
Caldeira AT. Oxalate biofilm formation in mural
paintings due to microorganisms – A comprehensive
study. Int Biodeterior Biodegradation. 2013;85: 1–7.
doi:10.1016/J.IBIOD.2013.06.013
9. Milanesi C, Baldi F, Vignani R, Ciampolini F, Faleri C, Cresti M. Fungal deterioration of medieval
wall fresco determined by analysing small fragments
containing copper. Int Biodeterior Biodegradation.
2006;57: 7–13. doi:10.1016/J.IBIOD.2005.10.002
10. Paiva de Carvalho H, Mesquita N, Trovão J,
Fernández Rodríguez S, Pinheiro AC, Gomes V, et al.
Fungal contamination of paintings and wooden
sculptures inside the storage room of a museum: Are
current norms and reference values adequate? J Cult
Herit. 2018;34: 268–276.
doi:10.1016/J.CULHER.2018.05.001
11. Kaarakainen P, Rintala H, Vepsäläinen A,
Hyvärinen A, Nevalainen A, Meklin T. Microbial
content of house dust samples determined with qPCR.
Sci Total Environ. 2009;407: 4673–4680.
doi:10.1016/J.SCITOTENV.2009.04.046
12. Micheluz A, Manente S, Tigini V, Prigione V,
Pinzari F, Ravagnan G, et al. The extreme environment
of a library: Xerophilic fungi inhabiting indoor niches.
Int Biodeterior Biodegradation. 2015;99: 1–7.
doi:10.1016/J.IBIOD.2014.12.012
13. Rubio RF, Bolívar FC. Preliminary study on
the biodeterioration of canvas paintings from the
seventeenth century by microchiroptera. Int Biodeterior
Biodegradation. 1997;40: 161–169.
doi:10.1016/S0964-8305(97)00043-7
14. Cennamo P, Montuori N, Trojsi G, Fatigati G,
Moretti A. Biofilms in churches built in grottoes. Sci
Total Environ. 2016;543: 727–738.
doi:10.1016/j.scitotenv.2015.11.048
15. Veneranda M, Prieto-Taboada N, de
Vallejuelo SF-O, Maguregui M, Morillas H, Marcaida
I, et al. Biodeterioration of Pompeian mural paintings:
fungal colonization favoured by the presence of
volcanic material residues. Environ Sci Pollut Res.
2017;24: 19599–19608. doi:10.1007/s11356-017-
9570-8
16. Ogawa A, Celikkol-Aydin S, Gaylarde C,
Baptista-Neto JA, Beech I. Microbiomes of Biofilms
on Decorative Siliceous Stone: Drawbacks and
Advantages of Next Generation Sequencing. Curr
Microbiol. 2017;74: 848–853. doi:10.1007/s00284-
017-1257-3
17. Panek M, Čipčić Paljetak H, Barešić A, Perić
M, Matijašić M, Lojkić I, et al. Methodology
challenges in studying human gut microbiota – effects
of collection, storage, DNA extraction and next
generation sequencing technologies. Sci Rep. 2018;8:
5143. doi:10.1038/s41598-018-23296-4
18. Zhgun AA, Avdanina DA, Simonenko NP,
Volkov IA, Ivanov VV. Detection of biodeterioration
on materials used in tempera painting. Znan misel J.
2018;1: 7–15.
19. Zhgun AA, Avdanina DA, Potapov MP,
Stepanov MG, Shitov M V. Genotyping of
microorganisms capable of damaging materials used in
tempera painting. Znan misel J. 2018;20: 6–13.
20. Zhgun AA, Potapov MP, Avdanina DA.
Optimization of preparation stages for metagenomic
sequencing of samples taken from XVI century
tempera painting in State Tretyakov Gallery.
Сolloquium-journal. 2019;17 (41): 4–12.
21. Klindworth A, Pruesse E, Schweer T, Peplies
J, Quast C, Horn M, et al. Evaluation of general 16S
ribosomal RNA gene PCR primers for classical and
next-generation sequencing-based diversity studies.
Nucleic Acids Res. 2013;41: e1–e1.
doi:10.1093/nar/gks808
22. Turenne CY, Sanche SE, Hoban DJ,
Karlowsky JA, Kabani AM. Rapid identification of
fungi by using the ITS2 genetic region and an
automated fluorescent capillary electrophoresis system.
J Clin Microbiol. 1999;37: 1846–51. Available:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10325335
23. White TJ, Bruns T, Lee S, Taylor J.
Amplification and Direct Sequencing of Fungal
Ribosomal RNA Genes for Phylogenetics. PCR
Protocols. Elsevier; 1990. pp. 315–322.
doi:10.1016/B978-0-12-372180-8.50042-1
24. Caporaso JG, Lauber CL, Walters WA, BergLyons D, Lozupone CA, Turnbaugh PJ, et al. Global
patterns of 16S rRNA diversity at a depth of millions of
sequences per sample. Proc Natl Acad Sci U S A.
2011;108 Suppl 1: 4516–22.
doi:10.1073/pnas.1000080107
25. Edwards U, Rogall T, Blöcker H, Emde M,
Böttger EC. Isolation and direct complete nucleotide
determination of entire genes. Characterization of a
gene coding for 16S ribosomal RNA. Nucleic Acids
Res. 1989;17: 7843–53. Available:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/2798131
информационное письмо
